濃縮膠和分離膠的PH值不同，前者主要表現為濃縮效用，后者表現為電荷效用和分子篩效用。濃縮效應主要在濃縮膠中完成，濃縮膠的pH6.8，在這個pH條件下，緩沖液中的HCl的Cl離子幾乎全部解離，Gly的等電點為6.0，僅少數解離為負離子，在電場中移動速度很慢。酸性蛋白質在此pH下解離為負離子，三類離子的遷移速率為Cl>一般蛋白質>Gly，電泳開始后，Cl離子泳動快，在其后留下一個低離子濃度區。Gly在電場中移動很慢，造成移動離子的缺乏，于是快慢離子間就形成了一個缺少離子的高壓區，在高壓區內所有的負離子都會加速移動，當移到Cl離子區域時，高電壓消失，蛋白質的移動速度慢下來，當以上穩定狀態建立后，蛋白質樣品在快慢離子間被濃縮形成一個狹小的之間層，并按蛋白質所帶負電荷量的多少依次排列成帶，濃縮樣品，從濃縮膠進入分離膠后，膠的pH升高，Gly的離解度增大，泳動率上升，又因為它分子小，故超過所有的蛋白質分子，緊跟在Cl離子后，Cl離子遷移后，低離子濃度不再存在，形成了恒定的電場強度，因此，蛋白質樣品在分離膠中的分離主要取決于它的電荷性質，分子大小和形狀，分離膠的孔徑有一定大小，對不同相對質量的蛋白質來說，通過時收到的滯阻作用不同，即使靜電荷相等的顆粒，也會由于這種分子篩的效應，把不同大小的蛋白質相互分開。
 
10％和12％膠的差別：
根據你目的蛋白分子量而定，如果說是分子量較大的蛋白（60KD以上），可以用10％的膠，分子量在60～30KD之間的可以用12％的膠，低于30KD的我一般都是用15％的膠了。主要在于指示線剛好跑出膠底的時候，你的目的蛋白能夠恰好處于膠的中間部分。
凝膠的濃度大小不同所對應的凝膠孔徑大小也不同，濃度小的孔徑大，濃度大的孔徑小，一般分離膠用12%的，濃縮膠用5%的，因為濃縮膠的目的就是將所有的蛋白濃縮在同一起跑線上，然后一塊進入分離膠分離。 據蛋白大小定。

在電流的作用下，使蛋白質從膠轉移**固相載體（膜）上。

膜的選擇：印跡中常用的固相材料有NC膜、DBM、DDT、尼龍膜、PVDF等。我們選用PVDF（聚偏二氟乙烯），其具有更好的蛋白吸附、物理強度，以及具有更好的化學兼容性。 有兩種規格：Immobilon-P（0.45um）和Immobilon-PSQ(0.2um for MW<20kDa)。
A 半干法
即將凝膠夾層組合放在吸有轉印緩沖液的濾紙之間，通過濾紙上吸附的緩沖液傳導電流，起到轉移的效果。因為電流直接作用在膜膠上，所以其轉移條件比較嚴酷，但是其轉移時間短，效率高。
1 實驗條件的選擇
電流1mA-2mA/cm2，我們通常100mA/膜，按照目的蛋白分子大小、膠濃度選擇轉移時間具體可以根據實際適當調整。
目的蛋白分子大小(kDa) 膠濃度 轉移時間
80---140  8%  1.5-2.0
25---80  10%  1.5
15—40  12%  0.75
<20     15%  0.5
2 實驗操作
（1）濾紙和膜的準備 (在電泳結束前20分鐘應開始準備工作)。
A. 檢查是否有足夠的transfer buffer，沒有立即配制。
B. 檢查是否有合適大小的濾紙和膜。
C. 將膜泡入甲醇中，約1-2分鐘。再轉入transfer buffer中。
D. 將合適的靠膠濾紙和靠膜濾紙分別泡入transfer buffer 中。
PDVF膜在進轉移緩沖液時，要在甲醇里面泡多長時間?
PVDF是疏水性的，在轉膜緩沖液里很難浸透，甲醇處理后使更容易浸潤。 PVDF的預處理是用甲醇浸泡活化，浸泡透之后轉入蒸餾水洗兩次。用甲醇泡的目的是為了活化PVDF膜上面的正電基團，使它更容易跟帶負電的蛋白質結合。
一般5-20分鐘都有人在用。可在取膠的同時泡，估計前后5分鐘左右。效果還不錯。以前有站友發貼，說處理時間沒多大關系，關鍵看膜的質量．確實是這樣的。只要讓膜完全浸透應該就沒問題了。
Hybond的PVDF說明書這樣的寫的：“pre-wet the membrane in 100% methanol (10 seconds)”。 我的理解是，**少10秒鐘，多泡下也沒關系的，事實上，泡10秒的做過，10分鐘的也做過，都沒有問題的。
（2）轉移
A. 在電轉移儀上鋪好下層濾紙。一般用三層。
B. 將膜鋪在靠膜濾紙上，注意和濾紙間不要有氣泡，再倒一些transfer buffer到膜上，保持膜的濕潤。
C. 將膠剝出，去掉stack gel，小心的移到膜上。
D. 剪去膜的左上角，在膜上用鉛筆標記出膠的位置。
E. 將一張靠膠濾紙覆蓋在膠上。 倒上些transfer buffer，再鋪兩張靠膠濾紙。
F. 裝好電轉移儀，根據需要選定所需的電流和時間。
G. 轉移過程中要隨時觀察電壓的變化，如有異常應及時調整。
3 注意事項及常遇到的問題：
1）濾紙、膠、膜之間的大小，一般是濾紙>=膜>=膠。
2）濾紙、膠、膜之間千萬不能有氣泡，氣泡會造成短路。
3）因為膜的疏水性，膜必須shou先在甲醇中完全浸濕。而且在以后的操作中，膜也必須隨時保持濕潤（干膜法除外）。
4）濾紙可以重復利用，上層濾紙（靠膜）內吸附有很多轉移透過的蛋白質，所以上下濾紙一定不能弄混，在不能分辨的情況下，可以將靠膠濾紙換新的。
5）轉移時間一般為1.5 小時，( 1mA-2mA/cm2，10% gel)，可根據分子量大小調整轉移時間和電流大小。#p#分頁標題#e#
1)在疊膜、膠、紙三明治時候，操作于盛有轉膜Buffer的大平皿中進行，疊好后，再將三者平行轉移**轉膜裝置，切勿再移動，因為在buffer中操作，已經完全排除了氣泡存在的可能，無需再趕氣泡
2)關于轉膜時間：半干轉的話，20 V×30min即可
B 濕法
我們基本上不用此方法，這里暫不做介紹。
C 轉移后效果的鑒定
1．染膠
用考馬斯亮蘭染色經destain脫色后，看膠上是否還有蛋白來反映轉移的效果。
2．染膜
有兩類染液選擇，可逆的和不可逆的。可逆的有ponceau-s red 、Fastgreen FC、CPTS等，這類染料染色后，色素可以被洗掉，膜可以用做進一步的分析用。但是不可逆的染料，如考馬斯亮蘭、india ink、Amido.black 10B等，染色后膜就不能用于進一步的分析。